1. 广西医科大学 再生医学与医用生物资源开发应用省部共建协同创新中心, 广西 南宁 530021;
2. 中国科学院微生物研究所 病原微生物与免疫学重点实验室, 北京 100101 ;
3. 中国科学院大学存济医学院, 北京 100049 收稿日期：2023-04-17；接收日期：2023-05-26；网络出版时间：2023-05-30 摘要 ：T细胞是机体抗肿瘤免疫的核心，以T细胞功能调控为基础的免疫检查点疗法已经在多种肿瘤的临床治疗中取得了重大突破，以基因工程化T细胞为基础的过继性免疫细胞疗法在血液瘤治疗中取得了重要进展，免疫治疗已经对肿瘤的临床治疗产生了深刻变革，成为肿瘤临床治疗策略的重要组成部分。T细胞受体(T cell receptor, TCR)赋予了T细胞识别肿瘤抗原的特异性，能够识别由主要组织相容性复合体(major histocompatibility complex, MHC)呈递的包括胞内抗原在内的广泛肿瘤抗原，具有高度的抗原敏感性，因而具有广泛的抗肿瘤应用前景。2022年第一款TCR药物的上市开启了TCR药物开发的新纪元，多项TCR药物临床研究表现出潜在的肿瘤治疗价值。本文综述了以TCR为基础的免疫治疗策略研究进展，包括T细胞受体工程化T细胞(T cell receptor-engineered T cell, TCR-T)和TCR蛋白药物，以及基于TCR信号的其他免疫细胞疗法，以期为以TCR为基础的免疫治疗策略开发提供参考。 T cell receptor-based immunotherapy: a review 1. Collaborative Innovation Centre of Regenerative Medicine and Medical Bioresource Development and Application Co-constructed by the Province and Ministry, Guangxi Medical University, Nanning 530021, Guangxi, China;
2. Key Laboratory of Pathogen Microbiology and Immunology, Institute of Microbiology, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100101, China ;
3. Savaid Medical School, University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China Received: April 17, 2023; Accepted: May 26, 2023; Published: May 30, 2023 Abstract : T cells play central roles in anti-tumor immune responses. Immune checkpoint therapy, which is based on modulation of T cell reactivity, has achieved breakthrough in clinical treatment of multiple tumors. Moreover, adoptive T cell therapy, which includes mainly genetically engineered T cells, has shown substantial treatment efficacy in hematoma. Immune therapy has tremendously changed the scenario of clinical tumor treatment and become critical strategies for treating multiple tumors. T cell receptor (TCR) is the fundamental molecule responsible for the specificity of T cell recognition. TCRs could recognize peptides, which are derived from intracellular or extracellular tumor antigens, presented by major histocompatibility complex (MHC) and are therefore highly sensitive to low antigen level. Thereby, TCRs are broadly recognized as promising molecules for the development of anti-tumor drugs. The approval of the first TCR drug in 2022 has initiated a new era for TCR-based therapeutics and since then, multiple TCR drugs have shown substantial treatment efficacy in multiple tumors. This review summarizes the progress of TCR-based immune therapeutic strategies, including T cell receptor-engineered T cell (TCR-T), TCR-based protein drugs, and other cell therapies based on TCR signaling, providing useful information for future design of immune therapeutics based on TCR.

世界卫生组织国际癌症研究机构(International Agency for Research on Cancer, IARC)发布的2020年全球最新癌症负担数据显示，全球新发癌症病例1 929万例，死亡病例996万例，其中，中国新发癌症457万人，在全球癌症新发患者中的占比达到了23.7%；新增癌症死亡病例300万例，占全球30%，位居全球第一 ^{[ 1 ]} 。在肿瘤免疫疗法出现之前，传统的手术、放射治疗、化疗是肿瘤治疗的主要手段。手术切除常作为扩散风险较小的原位癌的最佳治疗方案，但如果肿瘤不能彻底切除或癌细胞转移至其他组织，肿瘤复发概率将大幅增加。放化疗在杀伤癌细胞的同时，对正常组织细胞也会造成损伤。肿瘤免疫疗法通过重塑机体抗肿瘤免疫从而发挥肿瘤治疗效果，与传统疗法相比，特异性高而副作用相对较小 ^{[ 2 ]} 。肿瘤免疫疗法主要包括免疫检查点疗法(immune checkpoint therapy, ICT)、过继性细胞疗法(adoptive cell therapy, ACT)、溶瘤病毒疗法(oncolytic virus therapy, OVT)、双特异性T细胞衔接器(bispecific T cell engagers, BiTE)和癌症疫苗等 ^{[ 3 ]} 。1984年，Rosenberg等 ^{[ 4 ]} 发现在IL-2刺激下小鼠脾脏淋巴细胞能够发挥强大的杀伤功能，他们将淋巴因子激活的杀伤细胞(lymphokine-activated killer cells, LAK)与IL-2联合输注到黑色素瘤肺转移的小鼠体内，显著提高了荷瘤小鼠的存活率。与LAK细胞相比，肿瘤浸润淋巴细胞(tumor infiltrating lymphocytes, TIL)具有更强的杀伤肿瘤细胞效果，且特异性更高。1986年，Rosenberg等 ^{[ 5 ]} 在12只结肠癌细胞(MC38)荷瘤小鼠模型中评估了TIL的抗肿瘤效果，在TIL和IL-2的联合作用下，晚期肿瘤细胞经肺部转移的小鼠治愈率达50%，经肝脏转移的小鼠治愈率可达100%。1988年，Topalian等 ^{[ 6 ]} 在人体中评估了TIL的抗肿瘤功能，他们将IL-2培养扩增的TIL输注到6名黑色素瘤、4名肾细胞癌、1名乳腺癌和1名结肠癌患者体内。其中，1名黑色素瘤患者的肺部和纵隔肿块消退；1名肾细胞癌患者的淋巴结肿块消退；1名乳腺癌患者的淋巴结和皮肤部位的疾病部分消退，胸腔积液中的恶性细胞完全消除。这些早期研究为以T细胞为基础的肿瘤免疫治疗研究提供了重要基础。TIL疗法首先需要切除患者的肿瘤组织，在体外分离出能特异性杀伤肿瘤细胞的TIL细胞，经大量扩增培养后再回输至患者体内。目前，TIL疗法已经应用于卵巢癌、黑色素瘤、肺癌等肿瘤的临床治疗研究，但也面临着一些挑战，例如，肿瘤浸润性淋巴细胞仅在部分肿瘤患者中具有较高数量；TIL的制备周期较长，体外扩增过程大约需要5‒7周；且其体外扩增效率和抗肿瘤活性存在较大个体差异 ^{[ 7 ]} 。

通过基因工程手段将嵌合抗原受体(chimeric antigen receptor, CAR)基因或者TCR基因导入到离体T细胞中，即CAR-T或TCR-T细胞。经体外扩增培养后回输至患者体内，CAR-T或TCR-T细胞通过其胞外特异性受体识别肿瘤细胞，继而激发T细胞活性并杀伤肿瘤细胞。目前有多款CAR-T细胞药物上市，基于TCR的免疫疗法近年来也取得了一系列重要进展。与CAR-T细胞通过胞外抗体可变区结构域识别肿瘤细胞表面抗原不同，TCR能够识别由MHC分子呈递的胞内或胞外抗原 ^{[ 8 - 9 ]} ( 图 1 )。在人类肿瘤抗原库中，膜表面蛋白仅仅是冰山一角，胞内抗原占比高达73% ^{[ 3 ]} ，因此，TCR相关药物能够靶向更为广泛的肿瘤抗原。本文综述了以TCR为基础的免疫治疗策略( 图 2 )及临床研究进展情况，主要包括通过基因工程技术手段将外源性TCR基因导入离体T细胞的TCR-T细胞药物，以及基于TCR靶向性的T细胞衔接器(T cell engager, TCE)蛋白药物，以期为以TCR为基础的免疫治疗药物开发提供参考。

图 1 TCR-T疗法与CAR-T疗法 ^{[ 10 - 12 ]} Fig. 1 Schematic diagram of TCR-T therapy and CAR-T therapy ^{[ 10 - 12 ]} . ER: Endoplasmic reticulum; TAP: Transporters associated with antigen processing. The image-producing software is BioRender. 图 2 以TCR为基础的肿瘤免疫疗法 ^{[ 12 - 13 ]} Fig. 2 TCR-based tumor immunotherapy ^{[ 12 - 13 ]} . Cα: TCR alpha constant region; Vα: TCR alpha variable region; Cβ: TCR beta constant region; Vβ: TCR beta variable region; Anti-CD3: CD3 single-chain antibody; TCE: T cell engager. The structure of TCR-pMHC complex is derived from PDB 8I5C. The image-producing software is BioRender. 1 TCR介导的T细胞信号传导

TCR是由α/β链或γ/δ链构成的异源二聚体，人外周血中约95%的T细胞表达的TCR由α/β链组成，5%的外周血T细胞的TCR由γ/δ链组成 ^{[ 14 ]} 。α/β TCR的每条链分别由可变区(variable domain, V区)和恒定区(constant domain, C区)组成，V区参与多肽-MHC (peptide-MHC, pMHC)复合物的识别，C区负责正确的复合物组装并通过跨膜区锚定在T细胞膜上，通过跨膜区与CD3不同亚基共同组成TCR-CD3复合物 ^{[ 9 , 15 ]} 。TCR α链V区由V和J基因片段组成，β链V区由V、D、J基因片段组成。V区中的3个互补决定区(CDR1、CDR2、CDR3)是TCR识别pMHC的关键区域。CDR1和CDR2区仅由V基因编码，而CDR3区跨越了V (D) J基因连接区域。V (D) J基因的重排和连接多样性以及随机插入的碱基序列共同赋予了CDR3区的高度多样性，这是构成TCR库多样性的主要原因。此外，不同α链和β链间的随机配对进一步丰富了TCR库的多样性 ^{[ 16 - 17 ]} 。

T细胞的活化需要3种信号。首先，TCR识别pMHC复合物，这是T细胞活化的第一信号，决定了T细胞免疫应答的特异性 ^{[ 18 ]} 。其次，激活T细胞还需要多对共刺激分子间受体/配体相互作用提供的第二信号，如CD28与CD80/86分子、4-1BB与4-1BBL分子间的相互作用等。第三，T细胞表面的细胞因子受体结合IL-2、IL-12等细胞因子提供了T细胞活化的第三信号 ^{[ 19 ]} ，肿瘤微环境中的自然杀伤细胞(natural killer cell, NK)和树突状细胞(dendritic cell, DC)产生的IFN-γ、IL-12、IL-15等细胞因子对T细胞活化起着关键作用 ^{[ 20 - 21 ]} 。T细胞活化后，其细胞表面表达的趋化因子受体(chemokine receptor, CR)与抗原呈递细胞(antigen-presenting cell, APC)分泌的趋化因子(chemokine, CK)结合，T细胞被募集至肿瘤微环境发挥抗肿瘤作用 ^{[ 22 - 23 ]} 。

TCR特异性识别抗原后，有关抗原结合的数量和质量的信息进一步传导入T细胞内 ^{[ 14 ]} 。TCR的胞内结构域较短，其信号转导在很大程度上依赖于CD3分子 ^{[ 15 ]} 。TCR-CD3八聚体复合物由膜表面二聚体TCRαβ、CD3γε、CD3δε′和胞内CD3ζζ′组装而成 ^{[ 24 ]} 。研究发现TCR-CD3复合物在细胞膜上的存在形式包括单体和多聚体，且在质膜和内体间呈现动态循环状态 ^{[ 25 ]} 。TCRαβ、CD3γε、CD3δε′在核糖体中过量合成并被转移至内质网中进行组装，但只有在CD3ζ链参与时才能被转运至高尔基体完成组装，进而在质膜上稳定表达。此外，CD3ζ链与TCR和CD3其他亚基的降解和运输并不完全同步 ^{[ 26 ]} 。CD3γ、ε、δ和ε′链各含有1个免疫受体酪氨酸的激活基序(immunoreceptor tyrosine-based activation motif, ITAM)，CD3ζ链含有3个ITAM，即一个CD3复合物分子共含有10个ITAM ^{[ 27 ]} 。TCR在与抗原特异性pMHC结合后会触发TCR-CD3复合物的构象变化，从而激活淋巴细胞特异性蛋白酪氨酸激酶(lymphocyte-specific protein tyrosine kinase, LCK)，对CD3亚基中的ITAM进行磷酸化。共刺激信号受体/配体(如CD28与CD80/86分子)之间的相互作用导致CD4/CD8共受体被募集至T细胞与APC细胞相互作用界面。CD4/CD8共受体与TCR/pMHC的结合促进LCK磷酸化CD3亚基中的ITAM，进一步导致蛋白酪氨酸激酶ZAP70募集到TCR中，并促进LCK激活ZAP70 ^{[ 28 ]} 。在这些T细胞活化近端信号的影响下，Ca ²⁺ -calcineurin-NFAT、PKCθ-IKK-NFκβ、RASGRP1-RAS-ERK1/2和TSC1/2-mTOR等远端信号通路被激活，进一步协调T细胞的活化、增殖、迁移和细胞因子分泌等 ^{[ 29 ]} 。

2 基于TCR的免疫疗法

TCR一方面能够通过其可变区与pMHC相互作用，介导T细胞特异性靶向靶细胞，另一方面能够通过其恒定区和跨膜区募集CD3各亚基，传导T细胞激活信号。目前基于TCR的药物开发主要包括细胞药物和蛋白药物两种形式。细胞药物主要为将TCR基因导入T细胞的TCR-T细胞疗法；蛋白药物主要为T细胞衔接器蛋白，即TCR蛋白与CD3激活型抗体的融合蛋白。下面主要概述不同TCR药物的特点和研究进展情况。

2.1 TCR-T细胞疗法

由于肿瘤微环境独特的生化和物理条件及多种免疫抑制型细胞亚群的共同作用，在肿瘤微环境中的肿瘤浸润淋巴细胞数量较少，且往往处于免疫抑制状态。经基因工程改造的T细胞(CAR-T和TCR-T)能够进行体外大量扩增培养，过继性回输后实现快速肿瘤杀伤，并能够在体内形成免疫记忆，实现免疫重建，也因此称为过继性细胞疗法 ^{[ 30 - 31 ]} 。TCR-T细胞疗法将体外筛选出的肿瘤抗原特异性TCR基因经过慢病毒载体或mRNA等基因工程手段导入离体T细胞中，通过给患者输注携带外源性TCR基因的TCR-T细胞，实现机体抗肿瘤免疫重建，从而达到肿瘤治疗目的 ^{[ 32 ]} 。

与CAR-T细胞治疗相比，TCR-T细胞治疗具有一定的独特性。首先，TCR能够募集T细胞中天然存在的CD3亚基产生免疫应答，CAR胞内激活一般依赖于CD3ζ的胞内结构域，有3个ITAM，而TCR/CD3复合物的胞内受体结构域有10个ITAM ^{[ 33 ]} 。其次，TCR-T细胞与靶细胞之间形成免疫突触能够募集多种分子产生协同作用，其产生效应时能够募集CD4或CD8共受体与MHC结合，稳定了TCR-pMHC复合物结构，除此之外还包括共刺激受体/配体间的相互作用以及黏附分子(adhesion molecules, AM)受体/配体间的相互作用(如CD2与CD58、ICAM-1与LFA-1等) ^{[ 34 ]} ，这些分子间的相互作用对于T细胞信号传导至关重要。第三，TCR-T细胞对抗原的敏感性高于CAR-T细胞。天然TCR与pMHC间亲和力为1‒100 μmol/L，CAR构建中抗体片段与抗原具有更高的亲和力(nmol/L‒pmol/L)，但TCR识别抗原敏感性高于CAR ^{[ 35 - 36 ]} ，这与其上述2个特征密切相关。T细胞与肿瘤细胞相互作用时形成免疫突触(immunological synapse, IS)，虽然TCR-IS启动信号比CAR-IS更慢，但持续时间更长 ^{[ 33 ]} 。

近年来，TCR-T细胞疗法取得了一系列进展，开展了针对多种肿瘤抗原的临床试验( 表 1 ， 图 3 )，主要用于实体瘤治疗，覆盖的肿瘤抗原类型包括肿瘤突变新抗原(如KRAS突变抗原)、组织分化抗原(如gp100)、癌睾丸抗原(如MAGE-A4)、病毒抗原(如HPV-E6)、过表达抗原(如HER2)等。

表 1 正在进行的TCR-T临床试验 ^{[ 37 ]} Table 1 Ongoing TCR-T clinical trials ^{[ 37 ]} 图 3 TCR-T临床试验肿瘤靶点分布 ^{[ 37 ]} Fig. 3 Distribution of tumor targets in TCR-T clinical trials ^{[ 37 ]} . The image-producing software is Prism. 2.1.1 靶向肿瘤相关抗原的TCR-T细胞治疗

目前，针对肿瘤相关抗原(tumor associated antigen, TAA)的TCR-T细胞研究主要包括靶向MART-1、NY-ESO-1、WT-1、MAGE-A4和MAGE-A3等抗原的HLA-A2限制性TCR-T细胞。

Clay等 ^{[ 38 ]} 最早开创了TCR-T细胞工程化改造策略，将HLA-A ^* 02:01限制性的MART-1特异性TCR基因导入T细胞中，这些经改造的TCR-T细胞产生了对MART-1阳性肿瘤细胞的特异性杀伤。2006年，Rosenberg等 ^{[ 39 ]} 进行了TCR-T疗法在临床试验中的首次尝试，利用逆转录病毒载体将MART-1特异性TCR基因转导入17名转移性黑色素瘤患者的外周血淋巴细胞中，经体外扩增回输至患者体内后，发现两名患者的转移性黑色素瘤持续客观缓解(objective regression)。

2014年，Ribas等 ^{[ 40 ]} 报道了MART-1特异性TCR-T细胞治疗转移性黑色素瘤患者的临床研究结果(NCT00910650)，69% (9/13)患者实现了肿瘤消退。他们还发现，新鲜制备的MART-1特异性TCR-T细胞比冷冻保存的MART-1特异性TCR-T细胞在体内具有更高的持久性。在使用新鲜而非冷冻保存的TCR-T细胞时，DC疫苗辅助治疗组观察到体内TCR-T细胞进一步扩增。

目前，靶向NY-ESO-1抗原的TCR-T细胞临床研究最多( 表 1 ， 图 3 )。针对NY-ESO-1的特异性TCR-T细胞研究主要靶向HLA-A ^* 02:01限制性表位SLLMWITQC。2011年，Rosenberg等 ^{[ 41 ]} 报道了靶向NY-ESO-1和LAGE-1抗原的特异性TCR-T细胞治疗6名滑膜细胞肉瘤和11名转移性黑色素瘤患者的临床研究结果(NCT00670748)，在4名滑膜细胞肉瘤和5名黑色素瘤患者中观察到客观临床响应(objective clinical response)，其中，1名滑膜细胞肉瘤患者出现了持续18个月的部分缓解(partial response, PR)；2名黑色素瘤患者表现出完全消退(complete regression)。该团队在2015年更新了该TCR-T疗法的临床试验结果，61% (11/18)的滑膜细胞肉瘤患者和55% (11/20)的黑色素瘤患者表现出客观临床响应 ^{[ 42 ]} 。2018年，Mackall等 ^{[ 43 ]} 报道，在滑膜肉瘤患者中评估了NY-ESO-1和LAGE-1抗原特异性TCR-T细胞的治疗效果(NCT01343043)，并对患者体内TCR-T细胞的存活进行了持续监测，在50% (6/12)患者中观察到临床响应(clinical response)，其中，1例确认完全缓解(complete response, CR)；5例确认部分缓解。在所有接受了TCR-T细胞输注治疗的患者的外周血中均检测到TCR-T细胞的存在，在10 d内可达到峰值，其中，TCR-T细胞在7名患者体内存活超过200 d。

NY-ESO-1和LAGE-1抗原不仅在滑膜细胞肉瘤和黑色素瘤等实体瘤中表达，在血液瘤(如多发性骨髓瘤)中也表达。多发性骨髓瘤是常见的血液系统恶性肿瘤，虽然免疫调节药物、单克隆抗体、蛋白酶体抑制剂等药物的开发延长了患者的生存期，但无法治愈多发性骨髓瘤，需要开发更有效的治疗方法 ^{[ 44 ]} 。2015年，June等 ^{[ 45 ]} 首次报道，他们在晚期多发性骨髓瘤患者中评估了NY-ESO-1和LAGE-1抗原特异性TCR-T细胞的治疗效果(NCT01352286)，在第100天对20名患者进行了临床缓解评估，70% (14/20)患者接近完全缓解(near complete response, nCR)，在2例患者中观察到部分缓解。

因此，靶向NY-ESO-1的TCR-T细胞治疗具有较高的安全性，且对于滑膜肉瘤、黑色素瘤、多发性骨髓瘤等具有显著的临床治疗效果。

Greenberg等 ^{[ 46 ]} 在2012年开始开展了Wilms肿瘤抗原(Wilms’ tumor antigen 1, WT1)特异性TCR-T治疗急性髓系淋巴细胞白血病(acute myeloid leukemia, AML)患者的Ⅰ/Ⅱ期临床试验(NCT01640301)。与正常细胞相比，WT1在AML中过量表达10‒1 000倍，能促进肿瘤细胞的增殖。他们从HLA-A ^* 02:01基因型健康供体的外周血中分离了WT1 _126-134 抗原特异性TCR (TCR _C4 )。为了降低AML患者内源性TCR识别供体移植细胞中爱泼斯坦-巴尔病毒(epstein-barr virus, EBV)诱发急性和慢性移植物抗宿主病(graft-versus-host disease, GVHD)的可能性，他们利用慢病毒载体将TCR _C4 基因插入同种异体干细胞供体的CD8 ⁺ T细胞中。在转导特异性TCR前，供体T细胞被HLA-A ^* 02:01限制性EBV _280-288 多肽(GLCTLVAML)刺激进行特异性扩增，之后进行TCR转导并分选了WT1抗原和EBV抗原四聚体双阳性的CD8 ⁺ T细胞亚群，经体外扩增后输注到12名接受了造血干细胞移植(hematopoietic stem cell transplantation, HSCT)的AML患者体内，3年无复发生存率(relapse-free survival, RFS)为100%；而在88名接受了HSCT但未输注TCR-T细胞的AML对照组患者中，RFS为54%。这项研究表明表达TCR _C4 基因的TCR-T细胞输注耐受性良好，对表达生理水平的WT1的组织无毒性，展现了TCR-T细胞在AML治疗中潜在的应用前景。

2023年Hong等 ^{[ 47 ]} 报道了Adaptimmune Therapeutics公司开发的ADP-A2M4 (afami-cel) TCR-T细胞药物治疗滑膜细胞肉瘤、卵巢癌、头颈癌等实体瘤的Ⅰ期临床试验结果(NCT03132922)。该TCR识别HLA-A ^* 02:01限制性MAGE-A4抗原多肽GVYDGREHTV ^{[ 48 ]} 。38名患者的总客观缓解率为24%，其中，在滑膜肉瘤患者中达到了44%。体外研究表明，与CD4 ⁺ afami-cel细胞相比，CD8 ⁺ afami-cel细胞对MAGE-A4肿瘤细胞的体外杀伤力明显更强 ^{[ 47 ]} 。美国食品药品监督管理局已授予afami-cel在滑膜肉瘤中的再生医学先进疗法(regenerative medicine advanced therapy, RMAT)称号。

2013年，Rosenberg等 ^{[ 49 ]} 报道了针对MAGE-A3抗原的鼠源TCR-T细胞治疗7名转移性黑色素瘤、1名滑膜细胞肉瘤、1名食管癌患者的临床研究结果(NCT01273181)，其中，4名患者获得疾病部分缓解；1名患者实现完全缓解；4名患者无临床响应。Rosenberg等 ^{[ 50 ]} 在一项研究中评估了MHC-Ⅱ类限制性抗原特异性TCR-T细胞的抗肿瘤效果(NCT02111850)。他们从接受MAGE-A3肽疫苗的黑色素瘤患者的外周血中分离出了HLA-DPB*04:01限制性TCR，可识别MAGE-A6/A3肿瘤抗原 ^{[ 51 ]} 。利用逆转录病毒载体将该TCR基因转导入17名肿瘤患者CD4 ⁺ 细胞中，经体外扩增培养后回输至患者体内。2017年，他们报道了靶向HLA-DPB*04:01限制性MAGE-A3抗原特异性TCR-T细胞(KITE-718)的临床研究结果，在1名接受低剂量TCR-T细胞(2.7×10 ⁹ cells)的转移性宫颈癌患者中观察到客观的完全缓解(持续时间≥29个月)；在9名接受最高剂量TCR-T细胞(0.78×10 ¹¹ ‒1.23×10 ¹¹ cells)治疗的患者中，1名食道癌患者(持续时间为4个月)、1名尿道癌患者(持续时间≥19个月)、1名骨肉瘤患者(持续时间为4个月)出现部分客观响应 ^{[ 50 ]} 。

由于TAA在不同实体瘤中广泛表达，使得以TAA为靶点的TCR-T细胞治疗在多种实体瘤中具有广泛的应用前景，但是目前的临床研究表明其在不同实体瘤中的治疗效果存在较大差异。随着NY-ESO-1和MAGE-A4抗原等特异性TCR-T细胞在滑膜肉瘤及卵巢癌等多种肿瘤中临床试验不断取得积极进展，将为更多TAA相关的TCR-T细胞临床研究提供重要参考。

2.1.2 靶向病毒抗原的TCR-T细胞治疗

致瘤病毒感染是多种肿瘤发生的重要因素，包括人乳头瘤病毒(human papilloma virus, HPV)感染导致的宫颈癌和头颈癌等，乙型肝炎病毒(hepatitis B virus, HBV)感染导致的肝癌，以及EBV感染导致的鼻咽癌等。病毒抗原与自身抗原相比，其免疫原性更高，TCR识别特异性更强，因此，致瘤病毒的关键致瘤基因是肿瘤免疫治疗的重要靶点。

E6和E7是唯一始终保留在HPV阳性癌细胞中并表达的病毒基因，HPV阳性癌细胞的生长取决于病毒E6和E7癌基因的持续表达，因此，HPV-E6和HPV-E7抗原是HPV阳性肿瘤治疗中具有吸引力的靶点 ^{[ 52 ]} 。2019年，Rosenberg等 ^{[ 53 ]} 报道了一项TCR-T细胞治疗转移性HPV相关上皮癌的Ⅰ期/Ⅱ期临床试验研究结果(NCT02280811)。通过逆转录病毒载体将针对HPV16病毒E6 _29-38 抗原多肽的特异性TCR基因转导入12名患者的离体T细胞中，包括6名转移性HPV16阳性宫颈癌、4名肛门癌、1名口咽癌和1名阴道癌患者。在所有患者中未出现TCR-T细胞输注或细胞因子风暴导致的急性毒性反应，其中，2名患者实现了部分缓解；4名患者疾病稳定(stable disease)；6名患者疾病进展(progressive disease)。2017年1月27日，Hinrichs等 ^{[ 54 ]} 开始开展了HPV-E7 _11–19 抗原多肽特异性TCR-T细胞治疗HLA-A ^* 02:01基因型HPV-16 ⁺ 相关肿瘤患者的临床研究(NCT02858310)，包括宫颈癌、阴道癌、外阴癌等。截至2018年4月20日，共有12名患者接受了TCR-T细胞输注治疗，其中，6名患者表现出客观的肿瘤缓解；3名患者表现出一个或多个肿瘤完全消退。这两项研究均取得了积极的临床研究结果，展现了TCR-T疗法在治疗HPV阳性肿瘤中潜在的应用前景。

在一项针对转移性宫颈癌患者的研究中(NCT01585428)，2名患者接受HPV E6和E7抗原反应性TIL细胞输注治疗后实现了完全缓解 ^{[ 55 ]} 。然而，在2个TIL培养物(TIL-3775和TIL-3853)中包含了未定性的抗原特异性T细胞。为了充分确定这2名患者治疗性T细胞所针对的抗原范围，Hinrichs等 ^{[ 56 ]} 设计了编码HPV基因和8种癌症种系抗原(BCP-20、CSAG-2、KK-LC-1、MAGE-A6、poTE-2、PRAME、SPAG9和gp100)基因全长的构建体，通过全外显子组测序鉴定患者肿瘤的体细胞突变，生成了串联微型基因(tandem minigene, TMG)构建体，通过电穿孔将这些基因构建体在体外转录的RNA转导入DC细胞中，作为验证T细胞功能的靶细胞，筛选出了1个识别HLA-A ^* 01:01限制性KK-LC-1 _52-60 抗原表位的TCR。北九州肺癌抗原1 (Kita Kyushu lung cancer antigen 1, KK-LC-1)由CT83基因编码，在健康组织中表达受限，在肺癌、胃癌和乳腺癌等上皮癌中高表达，无癌症种系抗原家族内交叉反应的风险，是TCR-T细胞治疗KK-LC-1抗原阳性肿瘤的重要潜在靶点。2021年9月15日，T-Cure Bioscience公司公布靶向KK-LC-1抗原的TCR-T细胞疗法获得美国食品药品监督管理局批准进行临床试验。2022年8月，该项TCR-T细胞疗法在胃癌、乳腺癌、宫颈癌等多种肿瘤中开始开展了Ⅰ期临床试验(NCT05035407)。因此，尽管HPV感染是导致宫颈癌等肿瘤的关键因素，在肿瘤进展阶段可能存在其他肿瘤相关抗原，而联合靶向HPV抗原和其他肿瘤相关抗原可能具有更为显著的肿瘤治疗效果。

2020年国际癌症研究中心公布的全球癌症统计数据显示肝细胞癌(hepatocellular carcinoma, HCC)是全球第六大常见癌症和第三大癌症死亡原因 ^{[ 1 ]} 。其中，我国HCC新发病例和死亡病例在全球中的占比分别达到了45%和47%。HCC进展迅速且预后较差，5年生存率不足5% ^{[ 57 ]} 。HBV感染是HCC最常见原因 ^{[ 58 ]} ，我国由HBV感染导致的HCC占总HCC病例数的75%‒80% ^{[ 57 ]} 。HBV感染的HCC患者很难实现在有限的疗程后持续检测不到循环HBV病毒表面抗原(hepatitis B surface antigen, HBsAg)和HBV DNA，即乙肝功能治愈 ^{[ 59 - 60 ]} 。由于抗HBV病毒小分子药物无法清除或永久沉默感染肝细胞中持续存在的共价闭合环状DNA (covalently closed circular DNA, cccDNA)，停药后可能引起乙肝复发 ^{[ 61 ]} ，因此，临床上迫切需要其他免疫疗法来改善现状。90%以上HCC患者肝细胞基因组中整合了HBV-DNA，但整合的HBV-DNA通常是开放阅读框(open reading frame, ORF)的截短片段，所以整个HBV抗原可能不会在肝细胞中表达，但是可以转录编码HBV特异性T细胞识别表位片段 ^{[ 62 ]} 。为了确定HBV-HCC细胞的特异性T细胞识别是否可以独立于HBV抗原的血清学阳性而发生，Tan等 ^{[ 63 ]} 通过免疫荧光染色和RNA测序检测HBV-HCC肿瘤细胞系中HBsAg和HBV病毒核心抗原(hepatitis B core antigen, HBcAg)的表达。在抗体能够检测HBsAg与HBcAg表达的HepG2.215细胞系中检测到了HBV特异性mRNA定位在包膜(envelope, Env)和聚合酶(polymerase, Pol)编码区，在抗体未能检测到HBsAg与HBcAg表达的Hep3B-A2和SNU354-A2细胞系中也检测到了HBV特异性mRNA在Env和Pol编码区的表达，这些结果表明HBV-HCC细胞可以表达HBV特异性mRNA片段。为了评估HBV病毒mRNA片段与HBsAg和HBcAg组织学表达是否同样存在不一致性，他们通过qPCR分析了20名HBV-HCC患者的肿瘤组织，在15个组织中检测到了Env或Pol基因的扩增。通过NanoString数字化基因定量技术在9个HCC组织中的6个检测到了来自Env或Pol编码区的HBV mRNA，在这6个HCC组织中，其中4个组织HBsAg和HBcAg抗原呈阴性。因此，在HBsAg和HBcAg抗原阴性的HCC组织中仍存在HBV特异性T细胞抗原表位，可以用作HCC特异性TCR药物治疗的靶点。

近年来，TCR-T细胞疗法在HBV相关HCC治疗中展现了潜在的应用前景 ^{[ 64 ]} 。Tan等 ^{[ 63 ]} 通过mRNA电穿孔技术制备了HLA-B ^* 58:01限制性Env _344-377 表位(LTHB007)特异性TCR-T细胞，用于治疗2例肝移植后被诊断为HBV相关HCC患者。在治疗期间，患者血清甲胎蛋白(alpha-fetoprotein, AFP)水平显著下降，其中1名患者的6个转移性肺部病变中的5个显著缩小。王福生等 ^{[ 57 ]} 在一项Ⅰ期临床试验(NCT03899415)研究中评估了HBV特异性TCR-T细胞(LioCyx-M004)治疗8名HLA-A ^* 02:01和HLA-CW*08:01基因型晚期HBV相关HCC患者的疗效和安全性。所有患者接受HBV-TCR-T细胞输注治疗后均表现出HBV DNA水平的降低或维持稳定，其中，7名患者血清HBsAg水平下降或维持稳定；1名患者实现了持续27.7个月的部分缓解，这些结果表明HBV特异性TCR-T细胞具有良好抗病毒能力和体内耐受性。由于HBV特异性TCR-T细胞无法区分HBV感染的正常肝细胞和HBV-HCC肿瘤细胞，持续杀伤可能会造成严重肝损伤，因此，mRNA转染使特异性TCR基因短期表达比慢病毒载体或逆转录病毒载体感染导致TCR基因的持续稳定表达更安全。虽然HBV特异性TCR-T细胞抗肿瘤功能很重要，与TCR-T细胞在体内发挥功能的持久性相比，多次进行TCR-T细胞输注治疗对于实现HBV-HCC患者免疫重建更加重要 ^{[ 65 ]} 。

鉴于病毒抗原相对于TAA更优的免疫原性和特异性，以其为靶点的TCR-T细胞治疗显示出了良好的临床治疗安全性和潜在的抗肿瘤效果，但仍需更为系统的临床研究以对其治疗效果进行评价。

2.1.3 靶向肿瘤突变新抗原(neoantigen)的TCR-T细胞治疗

近年来，肿瘤突变新抗原在肿瘤免疫治疗领域备受关注。临床研究发现，PD-1免疫检查点抗体药物在高突变负荷的黑色素瘤及肺癌等多种肿瘤中相对于低突变负荷肿瘤具有更高的响应率 ^{[ 66 ]} 。进一步研究发现，这些肿瘤突变能够被HLA分子递呈产生免疫原性，并产生针对突变抗原表位的特异性T细胞 ^{[ 67 ]} ，因此，高突变负荷肿瘤能够产生更多的肿瘤突变新抗原。这些在肿瘤患者体内预存的肿瘤突变新抗原特异性T细胞是免疫检查点抗体药物发挥效应的重要基础。基于肿瘤突变新抗原的治疗性疫苗在黑色素瘤和脑胶质瘤等多种肿瘤治疗的临床研究中表现出良好的治疗效果 ^{[ 68 - 69 ]} 。2023年2月22日，莫德纳和默沙东公司宣布基于mRNA技术的个体化黑色素瘤疫苗获美国食品药品监督管理局突破性疗法认定，mRNA-4157/V940疫苗与PD-1抗体pembrolizumab治疗黑色素瘤的联合疗法开展了Ⅱ期临床试验(NCT03897881)。

KRAS基因是至今研究最为清楚的肿瘤驱动基因之一，KRAS突变发生在多种肿瘤中，包括90%的胰腺导管腺癌(adenocarcinoma of the pancreatic ducts, PDAC) ^{[ 70 ]} 、40%的结直肠癌(colorectal cancer, CRC) ^{[ 71 ]} 、20%‒40%的肺腺癌 ^{[ 72 ]} 、30%的非小细胞肺癌(non-small cell lung cancer, NSCLC) ^{[ 73 ]} 和约3%‒5%的鳞状细胞癌 ^{[ 72 ]} 。KRAS突变集中在G12、G13、Q61位点 ^{[ 74 ]} ，这些位点的突变会使得KRAS“锁定”在GTP结合的激活状态，使得其下游信号被持续性激活，进而造成细胞的持续增殖并导致肿瘤的发生。2016年，Rosenberg等 ^{[ 75 ]} 从1名转移性结直肠癌患者的TIL中分离了靶向HLA-C*08:02限制性KRAS-G12D抗原的特异性T细胞，经体外扩增培养后回输至该患者体内，患者肿瘤负荷显著降低，表明KRAS特异性T细胞具有潜在的肿瘤治疗价值。2022年，该团队报道了靶向KRAS-G12D突变抗原特异性TCR-T细胞治疗1名转移性胰腺癌患者的积极临床研究结果，该团队将针对HLA-C*08:02限制性KRAS-G12D九肽(GADGVGKSA)的TCR基因和KRAS-G12D十肽(GADGVGKSAL)的TCR基因通过逆转录病毒载体转导入离体T细胞中，将体外扩增培养后的TCR-T细胞回输到患者体内，治疗后第6个月患者的肿瘤病灶消失了72%，在细胞移植6个月后，这些工程化的T细胞占患者所有循环外周血T细胞的2%以上 ^{[ 76 ]} 。这些研究表明，靶向KRAS突变的TCR-T细胞对于治疗KRAS突变的肿瘤具有潜在的治疗价值。

Mandl等 ^{[ 77 ]} 开发了一种基于CRISPR-Cas9非病毒精确基因组编辑的临床级方法，首次同时实现内源性TCR的敲除和外源性TCR的敲入。他们首先通过全外显子组测序比较了患者外周血DNA和肿瘤组织DNA，鉴定了患者的肿瘤突变新抗原，并分离了其肿瘤突变新抗原反应性T细胞亚群，分析TCR特征谱。将新抗原特异性TCR (neoantigen-specific TCR, neoTCR)的TRAC和TRBC基因克隆到同源重组(homologous recombination, HR) DNA质粒中。通过电穿孔将Cas9蛋白引入患者T细胞中，向导RNA (guide RNA, gRNA)引导Cas9蛋白敲除内源性TRAC和TRBC基因以及插入neoTCR的HR模板质粒。利用该项技术产生的neoTCR-T细胞治疗16名实体瘤患者(包括结肠癌、乳腺癌、肺癌)的Ⅰ期临床试验(NCT03970382)结果在2022年被报道，5名患者接受neoTCR-T细胞输注后病情稳定，该研究为实现个体化肿瘤新抗原特异性TCR-T细胞治疗提供了重要参考。

2.1.4 TCR-T细胞结构和功能改造策略

尽管TCR-T细胞临床研究取得了一系列积极进展，但是仍存在一些技术问题，其中，外源性TCR α/β链与内源性TCR α/β链的错配是影响其形成正确的TCR配对，以及产生潜在自身反应性TCR的重要因素之一。因此，如何降低外源性TCR α/β链与内源性TCR α/β链的错配，是TCR-T细胞改造的重要方向。除此之外，对T细胞抑制型分子信号的改造，如利用基因编辑技术对PD-1等抑制型分子进行敲除，以及趋化因子、细胞因子等信号的改造，也是进一步提高TCR-T细胞功能活性的重要方向。

2020年，June等 ^{[ 78 ]} 报道了一项利用CRISPR-Cas9基因编辑技术改造NY-ESO-1特异性TCR-T细胞治疗2名晚期难治性骨髓瘤和1名转移性肉瘤患者的临床研究结果(NCT03399448)。通过电穿孔将装载了3个小向导RNA (small guide RNA, sgRNA)的CRISPR-Cas9核糖核蛋白复合物转导入患者离体T细胞中，导致T细胞TRAC、TRBC1、TRBC2和PDCD1基因被敲除。外源性TCR与内源性TCR发生错配可能产生脱靶毒性，敲除内源性TCR基因可以增强外源性TCR表达并降低外源性TCR与内源性TCR的错配率，而PDCD1基因的敲除能够解除PD-1对T细胞活性的抑制作用 ^{[ 79 ]} 。然后用慢病毒载体将识别NY-ESO-1和LAGE-1抗原的特异性TCR基因转导入T细胞中，经培养扩增后通过静脉回输经改造的TCR-T细胞至患者体内，结果表明，3名患者均未出现细胞因子释放综合征(cytokine release syndrome, CRS)或细胞输注引起的明显副作用，3名患者体内的NY-ESO-1和LAGE-1抗原特异性TCR-T细胞在体外能裂解黑色素瘤细胞，且其中1名患者实现了肿瘤负荷的客观缓解 ^{[ 78 ]} 。

为了增强外源性TCR的有效表达和最大限度地减少与内源性TCR产生错配，Okamoto等 ^{[ 80 ]} 建立了一种逆转录病毒表达载体系统，该系统表达内源性TCR基因特异性的小干扰RNA (small interfering RNA, siRNA)，介导内源性TCR表达沉默。Shiku等 ^{[ 79 ]} 采用同样的策略，将靶向NY-ESO-1抗原的特异性TCR转导入离体T细胞中。在Ⅰ期临床试验中，9名滑膜细胞肉瘤、卵巢癌、黑色素瘤和乳腺癌等实体瘤患者接受了针对NY-ESO-1抗原的TCR-T细胞(TBI-1301)治疗，分为低剂量组(5×10 ⁸ cells)和高剂量组(5×10 ⁹ cells)。2022年报道了该项Ⅰ期临床试验(NCT02366546)结果，3名滑膜细胞肉瘤患者的肿瘤大小比治疗前缩小了30%以上，在接受高剂量TCR-T细胞治疗的6名患者中，3名患者出现了CRS，其中1名患者出现与TCR-T细胞浸润相关的3级肺损伤。除CRS外，未观察到与siRNA相关的不良事件。

除此之外，利用不同物种间的差异进行嵌合TCR-T细胞改造也能够减少错配，包括将人源TCR的V区与鼠源TCR的C区进行嵌合表达，或者将鼠源TCR的V区与人源TCR的C区进行嵌合表达。尽管嵌合TCR能够在一定程度上减少错配，但异源分子的引入可能产生免疫原性，在临床研究中需重点关注。利用CRISPR-Cas9基因编辑技术同时实现内源性TCR的敲除和外源性TCR的敲入的非个体化现货型TCR-T细胞治疗，是以TCR为基础的肿瘤免疫治疗未来的重要发展方向之一。

2.2 TCR蛋白药物

TCR-T细胞制备过程复杂，需要高昂的成本，大量TCR-T细胞输注可能会产生严重的细胞因子风暴，相比较而言，可溶性TCR蛋白药物成本更低，体内药物代谢时间较细胞药物更短，安全性和可控性相对较强，并且对严重贫血、慢性感染等不适宜采血的肿瘤患者治疗的可行性更高。

由Immunocore公司研发的tebentafusp (Kimmtrak)开辟了TCR蛋白药物治疗肿瘤的新策略。该药物由高亲和力gp100 _280-288 (YLEPGPVTA)特异性TCR的胞外结构域与CD3抗体的单链可变区(single-chain variable zone, scFv)融合而成。野生型TCR与gp100 _280-288 /HLA-A ^* 02:01相互作用的亲和力为18 μmol/L，Liddy等 ^{[ 81 ]} 利用噬菌体展示技术将亲和力提高至15 pmol/L，通过柔性接头将CD3抗体的scFv融合至TCR β链末端。tebentafusp通过TCR识别HLA-A ^* 02:01分子及其呈递的gp100 _280-288 抗原多肽，通过CD3抗体的scFv募集T细胞，介导T细胞杀伤gp100抗原阳性的肿瘤细胞 ^{[ 82 ]} 。在该药物的Ⅲ期临床试验中(NCT03070392)，与使用其他药物(pembrolizumab、ipilimumab、dacarbazine)治疗的患者1年总生存率(59%)相比，tebentafusp治疗的患者1年总生存率高达73%，且尚未出现与治疗相关的死亡病例 ^{[ 83 ]} 。tebentafusp在2022年被美国食品药品监督管理局批准用于治疗HLA-A ^* 02:01基因型遗传背景的转移性或不可切除的葡萄膜黑色素瘤。此外，Immunocore公司还研发了其他靶点的TCR蛋白药物，例如，靶向MAGE-A4抗原的IMC-C103C、靶向HBV包膜蛋白的IMC-I109V、3种靶向PRAME抗原的TCR蛋白药物(IMC-F106C、IMC-P115C、IMC-P119C) ^{[ 81 ]} 。

2021年12月，Immunocore公司公布了IMC-C103C药物Ⅰ期剂量递增临床试验(NCT03973333)数据，截至2021年8月20日，42名MAGE-A4抗原阳性患者接受了IMC-C103C药物治疗，其中，1名患者实现了部分缓解，持续时间为8.3个月；2名患者病变减少了44%和81%，无相关不良反应导致的停药或死亡 ^{[ 84 ]} 。2022年9月，Hamid等 ^{[ 85 ]} 在欧洲肿瘤内科学会(European Society for Medical Oncology, ESMO)公布了IMC-F106C药物治疗表达PRAME抗原的HLA-A ^* 02:01阳性实体瘤患者的Ⅰ期临床研究结果(NCT04262466)，在该研究中IMC-F106C每周给药1次，剂量达到20 mcg及以上时具有显著的疗效。在13名未接受过tebentafusp治疗的患者中，69%患者的肿瘤缩小，38%的患者实现了部分缓解。IMC-C103C和IMC-F106C药物均表现出可控的安全性，在患者体内耐受性良好，展现了以CD3抗体和特异性TCR的融合蛋白为代表的TCE在肿瘤治疗中的潜在的应用前景。

此后，Immunocore公司采用相同的策略生成了针对KRAS-G12D抗原表位(VVVGADGVGK)的TCR蛋白。Chillakuri等 ^{[ 86 ]} 从HLA-A ^* 11:01基因型健康供体中筛选出了针对VVVGADGVGK表位的TCR (JDI TCR)，通过3次噬菌体随机突变库筛选，将野生型JDI TCR与HLA-A ^* 11:01/KRAS-G12D之间相互作用的亲和力从63 μmol/L提高至63.7 pmol/L。他们确认了突变后的JDIa96b35 TCR识别HLA-A ^* 11:01/KRAS-G12D的特异性。为了研究JDIa96b35 TCR在可溶性T细胞重定向分子背景下的特异性和效力，他们生成了JDIa96b35 TCR的胞外结构域与CD3抗体的scFv组成的融合蛋白(IMC-KRAS ^G12D )，IMC-KRAS ^G12D 介导了T细胞对表达KRAS-G12D突变抗原的肿瘤细胞的特异性识别和重定向杀伤肿瘤细胞，而对表达野生型KRAS的肿瘤细胞或正常细胞不会造成损伤，这项研究为IMC-KRAS ^G12D 药物临床试验的开展提供了重要参考。

如前文所述，KRAS突变集中在G12、G13、Q61位点，在G12位点突变中最常见的3种是G12D、G12V和G12C突变 ^{[ 87 ]} ，北京可瑞生物科技有限公司开展了针对KRAS-G12V和KRAS-G12D突变抗原的TCR药物治疗结直肠癌和胰腺癌患者的临床前研究。除了Immonocore和北京可瑞生物科技有限公司外，Immatics公司也在TCR蛋白药物开发中取得了一些进展，例如靶向PRAME抗原的IMA401药物已经进入临床试验阶段(NCT05359445)。

由于天然TCR与pMHC间的亲和力较低，且TCR的可溶性表达与在T细胞膜上表达的稳定性差距较大，需要进行稳定性和亲和力优化 ^{[ 88 ]} 。为了在保持TCR对肿瘤抗原的特异性识别能力基础上提高TCR与pMHC相互作用的亲和力，通常采取TCR随机突变库筛选的策略。李懿等 ^{[ 89 ]} 在2005年报道了其利用噬菌体展示技术提高TCR亲和力的方法，将HLA-A ^* 02:01限制性Ⅰ型T细胞白血病病毒(human T-lymphotropic virus 1, HTLV-1)抗原特异性TCR (A2-tax)与其配体间的亲和力从1.8 μmol/L提高至2.5 nmol/L，将HLA-A2限制性NY-ESO-1表位特异性TCR (1G4 TCR)与其配体间的亲和力提高至26 pmol/L。Madura等 ^{[ 90 ]} 也利用噬菌体展示技术，通过突变TCR α链的CDR1、CDR2、CDR3和FR区以及β链的CDR2、CDR3区获得了识别HLA-A ^* 02:01限制性黑色素瘤抗原MART-1 _26–35 表位的高亲和力TCR (α24β17 TCR) (KD=0.6 nmol/L)，比野生型TCR (MEL5 TCR) (KD=18 μmol/L)亲和力提高了30 000倍。虽然α24β17 TCR和MEL5 TCR与多肽间的相互作用几乎无差别，但突变后的TCR与MHC间的相互作用显著增多，这也是亲和力增强的主要原因。此外，酵母展示技术也常被用来筛选高亲和力TCR ^{[ 91 ]} 。

TCR蛋白药物对于TCR突破个体化用药局限性，实现通用型药物应用具有重要意义，但目前在临床研究阶段的TCR蛋白药物仍相对有限。TCR蛋白药物发挥作用所需亲和力相较于TCR-T细胞药物更高，但其抗原敏感性仍难以达到TCR-T细胞药物的高度抗原敏感性。TCR蛋白药物开发和作用机制仍面临较多挑战，为了提高可溶性TCR蛋白识别配体能力，可溶性TCR蛋白成药前往往经过体外高亲和力成熟提高TCR与配体间相互作用的亲和力，但TCR蛋白药物结合配体的特异性和介导T细胞反应的特异性评价仍面临较多困难，容易产生脱靶毒性。TCR蛋白药物发挥作用的机制仍需要深入研究，其发挥作用仍依赖于T细胞和肿瘤细胞相互作用形成的免疫突触，TCR蛋白药物募集不同T细胞亚群发挥抗肿瘤作用的机制尚未阐明，在此过程中免疫调节分子的作用尚需深入研究。TCR蛋白药物在体内半衰期相较于TCR-T细胞药物要短得多，且药物使用剂量稳定可控，即便在体内产生一定的脱靶毒性，其临床毒副作用相对可控。因此，TCR蛋白药物将是未来TCR免疫治疗策略开发的重要方向。

2.3 其他以TCR为基础的免疫疗法

除了TCR-T细胞药物和TCR蛋白药物之外，近年来还出现了将TCR导入NK细胞的TCR-NK疗法探索性研究。NK细胞是重要的天然免疫细胞，具有广谱杀伤活性，研究表明其可作为接受外源性肿瘤特异性TCR的受体细胞，构建形成TCR-NK细胞，发挥抗肿瘤免疫活性 ^{[ 92 ]} 。NK细胞具有监视和杀死肿瘤细胞的先天能力，能够释放颗粒酶、穿孔素、肿瘤坏死因-α (tumor necrosis factor-α, TNF-α)和IFN-γ，上调凋亡相关因子配体(recombinant factor related apoptosis ligand, FASL)和TNF相关凋亡诱导配体(TNF related apoptosis inducing ligand, TRAIL)的表达等 ^{[ 93 ]} 。NK细胞表达T细胞下游信号传导的所有关键分子，具有类似于T细胞的杀伤作用，在20年前就已经被应用于治疗晚期白血病患者。目前，多项输注性NK细胞临床试验已经开展 ^{[ 94 ]} 。NK细胞疗法面临的挑战之一是缺乏杀伤的特异性。为了解决这个困境，CAR-NK和TCR-NK疗法被提出，借助于CAR和TCR与肿瘤抗原特异性结合的能力，将NK细胞重定向。虽然CAR-NK细胞已经应用于临床研究，但主要针对血液瘤治疗，相比较而言，TCR-NK疗法可能具有更为广泛的应用前景 ^{[ 95 ]} 。

如上所述，TCR在T细胞上的表达及信号传递都依赖于TCR-CD3复合物的形成。除了CD3ζ链，NK细胞不表达CD3分子的其他亚基。为了让TCR-NK细胞发挥与TCR-T细胞类似功能，在外源转入TCR的同时需要转入CD3分子。Parlar等 ^{[ 96 ]} 利用慢病毒载体将识别HLA-A ^* 02:01限制性酪氨酸酶(tyrosinase, Tyr)抗原表位Tyr _368‒377 (YMDGTMSQV)的特异性α/β TCR和CD3分子转入NK-92细胞系中。当只转入CD3分子，而不转入TCR基因时，在细胞内可以检测到CD3的高表达，但是通过流式细胞术无法检测到NK-92细胞表面CD3的表达。他们发现将TCR和CD3融合表达能够实现TCR和CD3分子在NK细胞上的表达。为了研究TCR介导的TCR-NK-92细胞免疫应答水平，将其在外源特异性多肽刺激下与T2靶细胞共培养，发现TCR-NK-92细胞受到Tyr _368‒377 刺激后CD107a表达显著上调。在黑色素瘤小鼠肿瘤模型中，发现TCR-NK-92细胞具有显著的体内肿瘤抑制活性。

将TCR与CD3分子共同转入NK细胞系中也存在无法成功组装成复合物的风险，对原代NK细胞进行重编程也面临稳定和有效表达的挑战。为了简化TCR-NK细胞制备过程，Li等 ^{[ 97 ]} 将靶向NY-ESO-1特异性TCR的跨膜区替换成CD28分子的跨膜结构域，以使TCR独立于CD3表达。为了让TCR识别肿瘤抗原后能顺利传递NK细胞活化信号，在CD28分子末端加入了NK细胞活化相关信号分子(2B4、DAP10、4-1BB)。该嵌合TCR构建体在NK-92细胞表面的表达阳性率为95%，在原代NK细胞上也达到了77%。高效表达嵌合TCR的NK-92细胞和原代NK细胞在体外和体内都能实现对抗原的特异性识别，并产生杀伤肿瘤细胞的免疫应答效应。

TCR-NK疗法在研究中展现了良好的抗肿瘤潜能，是实现同种异体“现货型”TCR药物的潜在策略之一。

3 总结与展望

过继性细胞疗法的出现开创了肿瘤免疫治疗的新时代，TCR-T细胞疗法具有靶向肿瘤胞内抗原的独特优势，成为了实体瘤治疗的重要潜在手段，以TCR为核心的TCR融合蛋白药物也展现了潜在的应用前景。然而，开发TCR相关免疫治疗药物仍面临诸多挑战，其广泛应用仍需要深入的基础研究的支撑。

首先，如何高效发现具有治疗价值的TCR药物靶点仍面临挑战。TCR药物靶点不同于抗体为基础的靶向药物(包括抗体靶向药物和CAR-T细胞药物等)和小分子药物等，TCR特异性识别的分子是多肽与MHC分子形成的复合物，因此，TCR药物靶点不仅需要靶点基因在肿瘤组织中的特异性表达，还需要其能够被胞内蛋白酶体加工并与MHC结合后呈递到细胞表面。表位多肽呈递的丰度及MHC表达效率对TCR药物发挥作用具有重要作用，而肿瘤发生发展过程中出现的MHC和β ₂ m基因突变往往导致其抗原呈递功能的改变或失活，对于TCR药物发挥效果具有重要影响。如前文所述，目前TCR药物开发靶点主要包括肿瘤相关抗原，一些靶点如NY-ESO-1、MAGE-A4等已经在临床研究中展现出了良好的安全性和一定的临床治疗效果，但是对于广泛的实体瘤效果仍需要进一步评估。致瘤病毒抗原由于其高度特异性，已经成为TCR药物开发的热门靶点，临床研究展现了其良好的治疗前景。

近年来，随着肿瘤突变新抗原的发现及TCR药物临床研究进展，为TCR药物开发提供了更为广阔的靶点。个体化肿瘤新抗原疫苗具有良好的临床效果，提示靶向肿瘤突变新抗原具有潜在的肿瘤治疗价值。然而，由于肿瘤的高度异质性，肿瘤突变基因和突变位点呈现高度个体化特征，且由于HLA亚型的不同，即便同一突变，其针对肿瘤变异新抗原的免疫应答也存在高度多样性，如何实现靶向肿瘤突变新抗原的通用型TCR药物仍面临诸多挑战。不仅如此，肿瘤变异新抗原是否具有治疗价值仍缺乏有效的筛选和评估手段，靶向变异新抗原是否能够导致肿瘤消退或减缓生长，一方面取决于发生变异的抗原及变异位点是否是肿瘤增殖或代谢等生物学特性的关键；另一方面也取决于突变基因在肿瘤细胞中表达的异质性程度及其在免疫选择压力下产生逃逸的能力。另外，一些表位多肽在肿瘤细胞中的特异性修饰，如乙酰化、磷酸化等，可能对于TCR识别和肿瘤免疫逃逸产生影响。如何应用人工智能等新技术发现新的具有治疗价值的抗原及表位，是决定TCR药物未来发展的重要影响因素。

第二，不同HLA限制性表位的发现及TCR药物开发不足。HLA基因具有高度多态性，且其分布具有显著的地域特征。目前TCR药物开发主要针对HLA-A2限制性人群，而对其他HLA亚型表位鉴定及TCR研究相对较少。HLA-A2、HLA-A24、HLA-A11是人群中HLA-A位点频率最高的3种亚型，其中HLA-A2是分布最为广泛的HLA-A亚型，在包括亚洲人和高加索人等在内的多种族中都具有较高的分布频率 ^{[ 98 ]} 。HLA-A24的基因频率在亚洲人群(尤其在日本人群)中相对较高，而在欧美的高加索人群中频率较低。HLA-A11等位基因在包括中国在内的许多亚洲国家中出现频率很高，HLA-A ^* 11:01等位基因在中国北方地区占20.23% ^{[ 99 ]} ；在中国西北地区的汉族人群中占13.78% ^{[ 100 ]} ；此外，在马来西亚人群中占21% ^{[ 101 ]} ；而在高加索人群中频率低于5%。因此，需要关注不同HLA亚型的表位鉴定及TCR研究的临床需求，为满足不同地域和种族的TCR药物需求奠定基础。

第三，TCR药物形式和递送途径的多元化仍需进一步探索。TCR药物发挥作用离不开免疫细胞，目前TCR药物的递送形式包括慢病毒载体或逆转录病毒载体插入基因组，利用mRNA转入T细胞瞬时表达，以及TCR蛋白药物通过抗CD3抗体片段募集T细胞等。T细胞的浸润性对于TCR药物在实体瘤肿瘤微环境中发挥作用至关重要，而针对肿瘤微环境中T细胞的功能调控对于其肿瘤杀伤活性起关键作用。因此，对TCR药物结构的多元化改造，如多靶点TCR结构设计；趋化因子、细胞因子、免疫调节性受体/配体等元件的设计，对于提高TCR药物的浸润性及免疫活性具有重要意义。近年来，基因编辑技术发展突飞猛进，免疫细胞安全有效的体外编辑，实现免疫细胞的体外定向改造，对于实现通用型TCR细胞药物具有潜在价值。

第四，针对TCR治疗的免疫逃逸有待进一步改进。肿瘤免疫逃逸是指肿瘤细胞通过各种机制逃避免疫系统的识别和攻击而在体内继续存活和增殖，尤其是实体瘤存在复杂的免疫抑制微环境和内在异质性，趋化因子表达降低、抑制性表面分子的表达、缺氧导致的高钾水平和酸性环境等，将严重影响T细胞分泌细胞因子的能力和活性。这些是ACT治疗策略，包括CAR-T治疗和TCR治疗，面临的共同问题。除此之外，对于TCR治疗而言，肿瘤产生逃逸的策略还包括肿瘤抗原表达水平的下调(抗原丢失)、MHC分子表达水平下调或β2m/HLA基因突变导致的抗原呈递能力的下降、外源TCR免疫原性产生的抗药抗体等。然而，有效解决这些问题仍存在较大挑战，尚无通用的解决策略，潜在的解决方案包括通过基因工程为效应细胞增加过氧化氢酶 ^{[ 102 ]} 、CXCR2等趋化因子 ^{[ 103 - 104 ]} 、TGF-β阻断元件 ^{[ 105 ]} 等来提高肿瘤浸润或克服免疫抑制；将TCR-T疗法与IL2 ^{[ 46 ]} 或IL7 ^{[ 106 ]} 等细胞因子联合使用，促进TCR-T细胞的存活和稳态增殖，标准ACT方案中多种细胞因子被联合应用以支持T细胞的存活和扩增；将TCR-T细胞疗法与免疫检查点抑制剂(如PD-1/PD-L1抗体)相结合以增强TCR-T细胞抗肿瘤活性 ^{[ 107 ]} 。因此，如何克服肿瘤免疫微环境的阻碍及与其他疗法的联用，对于提高TCR治疗临床疗效具有重要价值，相关研究仍需进一步的临床研究验证。

第五，新技术驱动的TCR智能化设计。近年来，人工智能领域发生了重大技术变革，蛋白质的计算机辅助设计能力得到了极大提升。传统的TCR筛选主要利用表位多肽与MHC分子四聚体对潜在的免疫细胞群体进行染色分选，耗时较长且效率较低。TCR亲和力的提高是实现TCR蛋白药物的重要途径之一，现有主要途径利用噬菌体展示、酵母展示或哺乳动物细胞展示技术，建立TCR抗原结合区域的随机突变展示库进行筛选，除此之外，TCR样抗体的筛选也是解决TCR低亲和力的一种途径。然而，这些体外亲和力成熟的TCR或TCR样抗体，由于未经过胸腺阳性/阴性选择过程，难以对其潜在的脱靶毒性风险进行全面评估。如何利用人工智能技术，结合体内成熟TCR与pMHC相互作用的大数据，“从头设计” TCR样蛋白，以实现TCR样蛋白的高效设计，将对TCR药物开发提供新的路径。综上所述，随着第一个TCR药物的上市和TCR药物临床研究的不断深入，以及肿瘤突变新抗原鉴定技术、基因编辑技术、人工智能蛋白设计技术等的快速发展，能够实现对实体瘤广阔的胞内抗原特异性识别并发挥效应。

TCR药物将成为未来肿瘤免疫治疗策略开发的重要方向。尽管TCR药物目前仍面临诸多挑战，但随着基础和临床研究的不断深入以及TCR药物的不断创新，TCR药物将迎来快速发展的机遇期。

SUNG H, FERLAY J, SIEGEL RL, LAVERSANNE M, SOERJOMATARAM I, JEMAL A, BRAY F. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: a Cancer Journal for Clinicians, 2021, 71(3): 209-249. DOI:10.3322/caac.21660 BARBARI C, FONTAINE T, PARAJULI P, LAMICHHANE N, JAKUBSKI S, LAMICHHANE P, DESHMUKH RR. Immunotherapies and combination strategies for immuno-oncology. International Journal of Molecular Sciences, 2020, 21(14): 5009. DOI:10.3390/ijms21145009 CHANDRAN SS, KLEBANOFF CA. T cell receptor-based cancer immunotherapy: emerging efficacy and pathways of resistance. Immunological Reviews, 2019, 290(1): 127-147. DOI:10.1111/imr.12772 EBERLEIN TJ, ROSENSTEIN M, ROSENBERG SA. Regression of a disseminated syngeneic solid tumor by systemic transfer of lymphoid cells expanded in interleukin 2. The Journal of Experimental Medicine, 1982, 156(2): 385-397. DOI:10.1084/jem.156.2.385 ROSENBERG SA, SPIESS P, LAFRENIERE R. A new approach to the adoptive immunotherapy of cancer with tumor-infiltrating lymphocytes. Science, 1986, 233(4770): 1318-1321. DOI:10.1126/science.3489291 TOPALIAN SL, SOLOMON D, AVIS FP, CHANG AE, FREERKSEN DL, LINEHAN WM, LOTZE MT, ROBERTSON CN, SEIPP CA, SIMON P. Immunotherapy of patients with advanced cancer using tumor-infiltrating lymphocytes and recombinant interleukin-2: a pilot study. Journal of Clinical Oncology, 1988, 6(5): 839-853. DOI:10.1200/JCO.1988.6.5.839 KIRTANE K, ELMARIAH H, CHUNG CH, ABATE-DAGA D. Adoptive cellular therapy in solid tumor malignancies: review of the literature and challenges ahead. Journal for Immunotherapy of Cancer, 2021, 9(7): e002723. DOI:10.1136/jitc-2021-002723 GAO GF, JAKOBSEN BK. Molecular interactions of coreceptor CD8 and MHC class I: the molecular basis for functional coordination with the T-cell receptor. Immunology Today, 2000, 21(12): 630-636. DOI:10.1016/S0167-5699(00)01750-3 GAO GF, RAO ZH, BELL JI. Molecular coordination of αβ T-cell receptors and coreceptors CD8 and CD4 in their recognition of peptide-MHC ligands. Trends in Immunology, 2002, 23(8): 408-413. DOI:10.1016/S1471-4906(02)02282-2 CHRUŚCIEL E, URBAN-WÓJCIUK Z, ARCIMOWICZ Ł, KURKOWIAK M, KOWALSKI J, GLIWIŃSKI M, MARJAŃSKI T, RZYMAN W, BIERNAT W, DZIADZIUSZKO R, MONTESANO C, BERNARDINI R, MAREK-TRZONKOWSKA N. Adoptive cell therapy-harnessing antigen-specific T cells to target solid tumours. Cancers (Basel), 2020, 12(3): 683. DOI:10.3390/cancers12030683 LAND CA, MUSICH PR, HAYDAR D, KRENCIUTE G, XIE Q. Chimeric antigen receptor T-cell therapy in glioblastoma: charging the T cells to fight. Journal of Translational Medicine, 2020, 18(1): 428. DOI:10.1186/s12967-020-02598-0 HU Y, FENG J, GU T, WANG L, WANG Y, ZHOU L, HONG R, TAN SU YIN E, ZHANG M, LU P, HUANG H. CAR T-cell therapies in China: rapid evolution and a bright future. Lancet Haematology, 2022, 9(12): e930-e941. DOI:10.1016/S2352-3026(22)00291-5 DAMATO BE, DUKES J, GOODALL H, CARVAJAL RD. Tebentafusp: T cell redirection for the treatment of metastatic uveal melanoma. Cancers (Basel), 11(7): 971. DOI:10.3390/cancers11070971 HE QH, JIANG XH, ZHOU XK, WENG JS. Targeting cancers through TCR-peptide/MHC interactions. Journal of Hematology & Oncology, 2019, 12(1): 139. TITOV A, ZMIEVSKAYA E, GANEEVA I, VALIULLINA A, PETUKHOV A, RAKHMATULLINA A, MIFTAKHOVA R, FAINSHTEIN M, RIZVANOV A, BULATOV E. Adoptive immunotherapy beyond CAR T-cells. Cancers (Basel), 2021, 13(4): 743. DOI:10.3390/cancers13040743 la GRUTA NL, GRAS S, DALEY SR, THOMAS PG, ROSSJOHN J. Understanding the drivers of MHC restriction of T cell receptors. Nature Reviews Immunology, 2018, 18(7): 467-478. DOI:10.1038/s41577-018-0007-5 SUN YM, LI FG, SONNEMANN H, JACKSON KR, TALUKDER AH, KATAILIHA AS, LIZEE G. Evolution of CD8 ⁺ T cell receptor (TCR) engineered therapies for the treatment of cancer. Cells, 2021, 10(9): 2379. DOI:10.3390/cells10092379 PISHESHA N, HARMAND TJ, PLOEGH HL. A guide to antigen processing and presentation. Nature Reviews Immunology, 2022, 22(12): 751-764. DOI:10.1038/s41577-022-00707-2 RATH JA, ARBER C. Engineering strategies to enhance TCR-based adoptive T cell therapy. Cells, 2020, 9(6): 1485. DOI:10.3390/cells9061485 JIANG WQ, HE YJ, HE WG, WU GS, ZHOU XL, SHENG QS, ZHONG WX, LU YM, DING YF, LU Q, YE F, HUA HJ. Exhausted CD8 ⁺ T cells in the tumor immune microenvironment: new pathways to therapy. Frontiers in Immunology, 2020, 11: 622509. HAO XP, SUN GS, ZHANG Y, KONG XY, RONG DW, SONG JH, TANG WW, WANG XH. Targeting immune cells in the tumor microenvironment of HCC: new opportunities and challenges. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 2021, 9: 775462. DOI:10.3389/fcell.2021.775462 FARHOOD B, NAJAFI M, MORTEZAEE K. CD8 ⁺ cytotoxic T lymphocytes in cancer immunotherapy: a review. Journal of Cellular Physiology, 2019, 234(6): 8509-8521. DOI:10.1002/jcp.27782 JHUNJHUNWALA S, HAMMER C, DELAMARRE L. Antigen presentation in cancer: insights into tumour immunogenicity and immune evasion. Nature Reviews Cancer, 2021, 21(5): 298-312. DOI:10.1038/s41568-021-00339-z DONG D, ZHENG LQ, LIN JQ, ZHANG BL, ZHU YW, LI NN, XIE SY, WANG YH, GAO N, HUANG ZW. Structural basis of assembly of the human T cell receptor-CD3 complex. Nature, 2019, 573(7775): 546-552. DOI:10.1038/s41586-019-1537-0 REINHERZ EL. αβ TCR-mediated recognition: relevance to tumor-antigen discovery and cancer immunotherapy. Cancer Immunology Research, 2015, 3(4): 305-312. DOI:10.1158/2326-6066.CIR-15-0042 ALCOVER A, ALARCÓN B, DI BARTOLO V. Cell biology of T cell receptor expression and regulation. Annual Review of Immunology, 2018, 36: 103-125. DOI:10.1146/annurev-immunol-042617-053429 GREENBAUM U, DUMBRAVA EI, BITER AB, HAYMAKER CL, HONG DS. Engineered T-cell receptor T cells for cancer immunotherapy. Cancer Immunology Research, 2021, 9(11): 1252-1261. DOI:10.1158/2326-6066.CIR-21-0269 GAUD G, LESOURNE R, LOVE PE. Regulatory mechanisms in T cell receptor signalling. Nature Reviews Immunology, 2018, 18(8): 485-497. DOI:10.1038/s41577-018-0020-8 SHAH K, AL-HAIDARI A, SUN JM, KAZI JU. T cell receptor (TCR) signaling in health and disease. Signal Transduction and Targeted Therapy, 2021, 6: 412. DOI:10.1038/s41392-021-00823-w RESTIFO NP, DUDLEY ME, ROSENBERG SA. Adoptive immunotherapy for cancer: harnessing the T cell response. Nature Reviews Immunology, 2012, 12(4): 269-281. DOI:10.1038/nri3191 MET Ö, JENSEN KM, CHAMBERLAIN CA, DONIA M, SVANE IM. Principles of adoptive T cell therapy in cancer. Seminars in Immunopathology, 2019, 41(1): 49-58. DOI:10.1007/s00281-018-0703-z JIANG XT, XU J, LIU MF, XING H, WANG ZM, HUANG L, MELLOR AL, WANG W, WU S. Adoptive CD8 ⁺ T cell therapy against cancer: challenges and opportunities. Cancer Letters, 2019, 462: 23-32. DOI:10.1016/j.canlet.2019.07.017 ZHAO QJ, JIANG Y, XIANG SX, KABOLI PJ, SHEN J, ZHAO YS, WU X, DU FK, LI MX, CHO CH, LI J, WEN QL, LIU T, YI T, XIAO ZG. Engineered TCR-T cell immunotherapy in anticancer precision medicine: pros and cons. Frontiers in Immunology, 2021, 12: 658753. DOI:10.3389/fimmu.2021.658753 HUPPA JB, SCHÜTZ GJ. T-cell antigen recognition: catch-as-catch-can or catch-22?. The EMBO Journal, 2023, 42(7): e113507. DOI:10.15252/embj.2023113507 GAISSMAIER L, ELSHIATY M, CHRISTOPOULOS P. Breaking bottlenecks for the TCR therapy of cancer. Cells, 2020, 9(9): 2095. DOI:10.3390/cells9092095 WILLCOX BE, GAO GF, WYER JR, LADBURY JE, BELL JI, JAKOBSEN BK, van der MERWE PA. TCR binding to peptide-MHC stabilizes a flexible recognition interface. Immunity, 1999, 10(3): 357-365. DOI:10.1016/S1074-7613(00)80035-7 ClinicalTrials. gov[DB/OL]. [2023-02-27]. https://clinicaltrials.gov/ . CLAY TM, CUSTER MC, SACHS J, HWU P, ROSENBERG SA, NISHIMURA MI. Efficient transfer of a tumor antigen-reactive TCR to human peripheral blood lymphocytes confers anti-tumor reactivity. The Journal of Immunology, 1999, 163(1): 507-513. DOI:10.4049/jimmunol.163.1.507 MORGAN RA, DUDLEY ME, WUNDERLICH JR, HUGHES MS, YANG JC, SHERRY RM, ROYAL RE, TOPALIAN SL, KAMMULA US, RESTIFO NP, ZHENG ZL, NAHVI A, de VRIES CR, ROGERS-FREEZER LJ, MAVROUKAKIS SA, ROSENBERG SA. Cancer regression in patients after transfer of genetically engineered lymphocytes. Science, 2006, 314(5796): 126-129. DOI:10.1126/science.1129003 CHODON T, COMIN-ANDUIX B, CHMIELOWSKI B, KOYA RC, WU ZQ, AUERBACH M, NG C, AVRAMIS E, SEJA E, VILLANUEVA A, MCCANNEL TA, ISHIYAMA A, CZERNIN J, RADU CG, WANG XY, GJERTSON DW, COCHRAN AJ, CORNETTA K, WONG DJL, KAPLAN-LEFKO P, et al. Adoptive transfer of MART-1 T-cell receptor transgenic lymphocytes and dendritic cell vaccination in patients with metastatic melanoma. Clinical Cancer Research: an Official Journal of the American Association for Cancer Research, 2014, 20(9): 2457-2465. DOI:10.1158/1078-0432.CCR-13-3017 ROBBINS PF, MORGAN RA, FELDMAN SA, YANG JC, SHERRY RM, DUDLEY ME, WUNDERLICH JR, NAHVI AV, HELMAN LJ, MACKALL CL, KAMMULA US, HUGHES MS, RESTIFO NP, RAFFELD M, LEE CC R, LEVY CL, LI YF, EL-GAMIL M, SCHWARZ SL, LAURENCOT C, et al. Tumor regression in patients with metastatic synovial cell sarcoma and melanoma using genetically engineered lymphocytes reactive with NY-ESO-1. Journal of Clinical Oncology: Official Journal of the American Society of Clinical Oncology, 2011, 29(7): 917-924. DOI:10.1200/JCO.2010.32.2537 ROBBINS PF, KASSIM SH, TRAN TLN, CRYSTAL JS, MORGAN RA, FELDMAN SA, YANG JC, DUDLEY ME, WUNDERLICH JR, SHERRY RM, KAMMULA US, HUGHES MS, RESTIFO NP, RAFFELD M, LEE CC R, LI YF, EL-GAMIL M, ROSENBERG SA. A pilot trial using lymphocytes genetically engineered with an NY-ESO-1-reactive T-cell receptor: long-term follow-up and correlates with response. Clinical Cancer Research, 2015, 21(5): 1019-1027. DOI:10.1158/1078-0432.CCR-14-2708 D'ANGELO SP, MELCHIORI L, MERCHANT MS, BERNSTEIN D, GLOD J, KAPLAN R, GRUPP S, TAP WD, CHAGIN K, BINDER GK, BASU S, LOWTHER DE, WANG RX, BATH N, TIPPING A, BETTS G, RAMACHANDRAN I, NAVENOT JM, ZHANG H, WELLS DK, et al. Antitumor activity associated with prolonged persistence of adoptively transferred NY-ESO-1 ^c259 T cells in synovial sarcoma. Cancer Discovery, 2018, 8(8): 944-957. DOI:10.1158/2159-8290.CD-17-1417 SAN MIGUEL JF, PAIVA B, LASARTE JJ. Engineering anti-myeloma responses using affinity-enhanced TCR-engineered T cells. Cancer Cell, 2015, 28(3): 281-283. DOI:10.1016/j.ccell.2015.08.009 RAPOPORT AP, STADTMAUER EA, BINDER-SCHOLL GK, GOLOUBEVA O, VOGL DT, LACEY SF, BADROS AZ, GARFALL A, WEISS B, FINKLESTEIN J, KULIKOVSKAYA I, SINHA SK, KRONSBERG S, GUPTA M, BOND S, MELCHIORI L, BREWER JE, BENNETT AD, GERRY AB, PUMPHREY NJ, et al. NY-ESO-1-specific TCR-engineered T cells mediate sustained antigen-specific antitumor effects in myeloma. Nature Medicine, 2015, 21(8): 914-921. DOI:10.1038/nm.3910 CHAPUIS AG, EGAN DN, BAR M, SCHMITT TM, MCAFEE MS, PAULSON KG, VOILLET V, GOTTARDO R, RAGNARSSON GB, BLEAKLEY M, YEUNG CC, MUHLHAUSER P, NGUYEN HN, KROPP LA, CASTELLI L, WAGENER F, HUNTER D, LINDBERG M, COHEN K, SEESE A, et al. T cell receptor gene therapy targeting WT1 prevents acute myeloid leukemia relapse post-transplant. Nature Medicine, 2019, 25(7): 1064-1072. DOI:10.1038/s41591-019-0472-9 HONG DS, van TINE BA, BISWAS S, MCALPINE C, JOHNSON ML, OLSZANSKI AJ, CLARKE JM, ARAUJO D, BLUMENSCHEIN GR JR, KEBRIAEI P, LIN Q, TIPPING AJ, SANDERSON JP, WANG RX, TRIVEDI T, ANNAREDDY T, BAI J, RAFAIL S, SUN A, FERNANDES L, et al. Autologous T cell therapy for MAGE-A4 ⁺ solid cancers in HLA-A ^* 02 ⁺ patients: a phase 1 trial. Nature Medicine, 2023, 29(1): 104-114. DOI:10.1038/s41591-022-02128-z SANDERSON JP, CROWLEY DJ, WIEDERMANN GE, QUINN LL, CROSSLAND KL, TUNBRIDGE HM, CORNFORTH TV, BARNES CS, AHMED T, HOWE K, SAINI M, ABBOTT RJ, ANDERSON VE, TAVANO B, MAROTO M, GERRY AB. Preclinical evaluation of an affinity-enhanced MAGE-A4-specific T-cell receptor for adoptive T-cell therapy. OncoImmunology, 2020, 9(1): 1682381. DOI:10.1080/2162402X.2019.1682381 MORGAN RA, CHINNASAMY N, ABATE-DAGA D, GROS A, ROBBINS PF, ZHENG ZL, DUDLEY ME, FELDMAN SA, YANG JC, SHERRY RM, PHAN GQ, HUGHES MS, KAMMULA US, MILLER AD, HESSMAN CJ, STEWART AA, RESTIFO NP, QUEZADO MM, ALIMCHANDANI M, ROSENBERG AZ, et al. Cancer regression and neurological toxicity following anti-MAGE-A3 TCR gene therapy. Journal of Immunotherapy (Hagerstown, Md: 1997), 2013, 36(2): 133-151. LU YC, PARKER LL, LU TY, ZHENG ZL, TOOMEY MA, WHITE DE, YAO X, LI YF, ROBBINS PF, FELDMAN SA, van der BRUGGEN P, KLEBANOFF CA, GOFF SL, SHERRY RM, KAMMULA US, YANG JC, ROSENBERG SA. Treatment of patients with metastatic cancer using a major histocompatibility complex class Ⅱ-restricted T-cell receptor targeting the cancer germline antigen MAGE-A3. Journal of Clinical Oncology, 2017, 35(29): 3322-3329. DOI:10.1200/JCO.2017.74.5463 YAO X, LU YC, PARKER LL, LI YF, EL-GAMIL M, BLACK MA, XU H, FELDMAN SA, van der BRUGGEN P, ROSENBERG SA, ROBBINS PF. Isolation and characterization of an HLA-DPB1*04: 01-restricted MAGE-A3 T-cell receptor for cancer immunotherapy. Journal of Immunotherapy, 2016, 39(5): 191-201. DOI:10.1097/CJI.0000000000000123 HOPPE-SEYLER K, BOSSLER F, BRAUN JA, HERRMANN AL, HOPPE-SEYLER F. The HPV E6/E7 oncogenes: key factors for viral carcinogenesis and therapeutic targets. Trends in Microbiology, 2018, 26(2): 158-168. DOI:10.1016/j.tim.2017.07.007 DORAN SL, STEVANOVIĆ S, ADHIKARY S, GARTNER JJ, JIA L, KWONG MLM, FAQUIN WC, HEWITT SM, SHERRY RM, YANG JC, ROSENBERG SA, HINRICHS CS. T-cell receptor gene therapy for human papillomavirus-associated epithelial cancers: a first-in-human, phase I/Ⅱ study. Journal of Clinical Oncology, 2019, 37(30): 2759-2768. DOI:10.1200/JCO.18.02424 NAGARSHETH NB, NORBERG SM, SINKOE AL, ADHIKARY S, MEYER TJ, LACK JB, WARNER AC, SCHWEITZER C, DORAN SL, KORRAPATI S, STEVANOVIĆ S, TRIMBLE CL, KANAKRY JA, BAGHERI MH, FERRARO E, ASTROW SH, BOT A, FAQUIN WC, STRONCEK D, GKITSAS N, et al. TCR-engineered T cells targeting E7 for patients with metastatic HPV-associated epithelial cancers. Nature Medicine, 2021, 27(3): 419-425. DOI:10.1038/s41591-020-01225-1 STEVANOVIĆ S, DRAPER LM, LANGHAN MM, CAMPBELL TE, KWONG ML, WUNDERLICH JR, DUDLEY ME, YANG JC, SHERRY RM, KAMMULA US, RESTIFO NP, ROSENBERG SA, HINRICHS CS. Complete regression of metastatic cervical cancer after treatment with human papillomavirus-targeted tumor-infiltrating T cells. Journal of Clinical Oncology: Official Journal of the American Society of Clinical Oncology, 2015, 33(14): 1543-1550. DOI:10.1200/JCO.2014.58.9093 STEVANOVIĆ S, PASETTO A, HELMAN SR, GARTNER JJ, PRICKETT TD, HOWIE B, ROBINS HS, ROBBINS PF, KLEBANOFF CA, ROSENBERG SA, HINRICHS CS. Landscape of immunogenic tumor antigens in successful immunotherapy of virally induced epithelial cancer. Science, 2017, 356(6334): 200-205. DOI:10.1126/science.aak9510 MENG FP, ZHAO JF, TAN AT, HU W, WANG SY, JIN JH, WU J, LI YY, SHI L, FU JL, YU SJ, SHEN YJ, LIU LM, LUAN JQ, SHI M, XIE YB, ZHOU CB, WONG RW, WAI LE, KOH S, et al. Immunotherapy of HBV-related advanced hepatocellular carcinoma with short-term HBV-specific TCR expressed T cells: results of dose escalation, phase I trial. Hepatology International, 2021, 15(6): 1402-1412. DOI:10.1007/s12072-021-10250-2 SHI JF, CAO MM, WANG YT, BAI FZ, LEI L, PENG J, FELETTO E, CANFELL K, QU CF, CHEN WQ. Is it possible to halve the incidence of liver cancer in China by 2050?. International Journal of Cancer, 2021, 148(5): 1051-1065. DOI:10.1002/ijc.33313 WALKER A, SCHWARZ T, BRINKMANN-PAULUKAT J, WISSKIRCHEN K, MENNE C, ALIZEI ES, KEFALAKES H, THEISSEN M, HOFFMANN D, SCHULZE ZUR WIESCH J, MAINI MK, CORNBERG M, KRAFT AR, KEITEL V, BOCK HH, HORN PA, THIMME R, WEDEMEYER H, HEINEMANN FM, LUEDDE T, et al. Immune escape pathways from the HBV core18-27 CD8 T cell response are driven by individual HLA class I alleles. Frontiers in Immunology, 2022, 13: 1045498. DOI:10.3389/fimmu.2022.1045498 WONG GLH, GANE E, LOK ASF. How to achieve functional cure of HBV: stopping NUCs, adding interferon or new drug development?. Journal of Hepatology, 2022, 76(6): 1249-1262. DOI:10.1016/j.jhep.2021.11.024 MOHD-ISMAIL NK, LIM Z, GUNARATNE J, TAN YJ. Mapping the interactions of HBV cccDNA with host factors. International Journal of Molecular Sciences, 2019, 20(17): 4276. DOI:10.3390/ijms20174276 TAN AT, MENGFP, JIN JH, ZHANG JY, WANG SY, SHI L, SHI M, LI YY, XIE YB, LIU LM, ZHOU CB, CHUA A, HO ZZ, LUAN JQ, ZHAO JF, LI J, WAI LE, KOH S, WANG TT, BERTOLETTI A, et al. Immunological alterations after immunotherapy with short lived HBV-TCR T cells associates with long-term treatment response in HBV-HCC. Hepatology Communications, 2022, 6(4): 841-854. DOI:10.1002/hep4.1857 TAN AT, YANG NH, LEE KRISHNAMOORTHY T, OEI V, CHUA A, ZHAO XY, TAN HUI SI, CHIA A, LE BERT N, LOW D, TAN HK, KUMAR R, IRANI FG, HO ZZ, ZHANG Q, GUCCIONE E, WAI LE, KOH S, HWANG W, CHOW WC, et al. Use of expression profiles of HBV-DNA integrated into genomes of hepatocellular carcinoma cells to select T cells for immunotherapy. Gastroenterology, 2019, 156(6): 1862-1876. DOI:10.1053/j.gastro.2019.01.251 HAFEZI M, TAN A, BERTOLETTI A. Personalized armored TCR-redirected T cell therapy for liver/organ transplant with recurrent cancer. Cells, 2021, 10(8): 1861. DOI:10.3390/cells10081861 TAN AT, BERTOLETTI A. HBV-HCC treatment with mRNA electroporated HBV-TCR T cells. Immunotherapy Advances, 2022, 2(1): ltab026. DOI:10.1093/immadv/ltab026 CHAN TA, YARCHOAN M, JAFFEE E, SWANTON C, QUEZADA SA, STENZINGER A, PETERS S. Development of tumor mutation burden as an immunotherapy biomarker: utility for the oncology clinic. Annals of Oncology, 2019, 30(1): 44-56. DOI:10.1093/annonc/mdy495 YARCHOAN M, JOHNSON BA 3RD, LUTZ ER, LAHERU DA, JAFFEE EM. Targeting neoantigens to augment antitumour immunity. Nature Reviews Cancer, 2017, 17(4): 209-222. DOI:10.1038/nrc.2016.154 KESKIN DB, ANANDAPPA AJ, SUN J, TIROSH I, MATHEWSON ND, LISQ, OLIVEIRA G, GIOBBIE-HURDER A, FELT K, GJINI E, SHUKLA SA, HU ZT, LI L, LE PM, ALLESØE RL, RICHMAN AR, KOWALCZYK MS, ABDELRAHMAN S, GEDULDIG JE, CHARBONNEAU S, et al. Neoantigen vaccine generates intratumoral T cell responses in phase Ib glioblastoma trial. Nature, 2019, 565(7738): 234-239. DOI:10.1038/s41586-018-0792-9 SAHIN U, DERHOVANESSIAN E, MILLER M, KLOKE BP, SIMON P, LÖWER M, BUKUR V, TADMOR AD, LUXEMBURGER U, SCHRÖRS B, OMOKOKO T, VORMEHR M, ALBRECHT C, PARUZYNSKI A, KUHN AN, BUCK J, HEESCH S, SCHREEB KH, MÜLLER F, ORTSEIFER I, et al. Personalized RNA mutanome vaccines mobilize poly-specific therapeutic immunity against cancer. Nature, 2017, 547(7662): 222-226. DOI:10.1038/nature23003 PIRLOG R, CALIN GA. KRAS mutations as essential promoters of lymphangiogenesis via extracellular vesicles in pancreatic cancer. Journal of Clinical Investigation, 2022, 132(14): e161454. DOI:10.1172/JCI161454 ZHU GM, PEI LJ, XIA HW, TANG QL, BI F. Role of oncogenic KRAS in the prognosis, diagnosis and treatment of colorectal cancer. Molecular Cancer, 2021, 20(1): 143. DOI:10.1186/s12943-021-01441-4 RECK M, CARBONE DP, GARASSINO M, BARLESI F. Targeting KRAS in non-small-cell lung cancer: recent progress and new approaches. Annals of Oncology, 2021, 32(9): 1101-1110. DOI:10.1016/j.annonc.2021.06.001 ARBOUR KC, RIZVI H, PLODKOWSKI AJ, HELLMANN MD, KNEZEVIC A, HELLER G, YU HA, LADANYI M, KRIS MG, ARCILA ME, RUDIN CM, LITO P, RIELY GJ. Treatment outcomes and clinical characteristics of patients with KRAS-G12C-mutant non-small cell lung cancer. Clinical Cancer Research: an Official Journal of the American Association for Cancer Research, 2021, 27(8): 2209-2215. DOI:10.1158/1078-0432.CCR-20-4023 SIMANSHU DK, NISSLEY DV, MCCORMICK F. RAS proteins and their regulators in human disease. Cell, 2017, 170(1): 17-33. DOI:10.1016/j.cell.2017.06.009 TRAN E, ROBBINS PF, LU YC, PRICKETT TD, GARTNER JJ, JIA L, PASETTO A, ZHENG ZL, RAY S, GROH EM, KRILEY IR, ROSENBERG SA. T-cell transfer therapy targeting mutant KRAS in cancer. New England Journal of Medicine, 2016, 375(23): 2255-2262. DOI:10.1056/NEJMoa1609279 LEIDNER R, SANJUAN SILVA N, HUANG HY, SPROTT D, ZHENG CH, SHIH YP, LEUNG A, PAYNE R, SUTCLIFFE K, CRAMER J, ROSENBERG SA, FOX BA, URBA WJ, TRAN E. Neoantigen T-cell receptor gene therapy in pancreatic cancer. New England Journal of Medicine, 2022, 387(22): 2112-2119. FOY SP, JACOBY K, BOTA DA, HUNTER T, PAN Z, STAWISKI E, MA Y, LU W, PENG SM, WANG CL, YUEN B, DALMAS O, HEERINGA K, SENNINO B, CONROY A, BETHUNE MT, MENDE I, WHITE W, KUKREJA M, GUNTURU S, et al. Non-viral precision T cell receptor replacement for personalized cell therapy. Nature, 2023, 615(7953): 687-696. DOI:10.1038/s41586-022-05531-1 STADTMAUER EA, FRAIETTA JA, DAVIS MM, COHEN AD, WEBER KL, LANCASTER E, MANGAN PA, KULIKOVSKAYA I, GUPTA M, CHEN F, TIAN LF, GONZALEZ VE, XU J, JUNG IY, MELENHORST JJ, PLESA G, SHEA J, MATLAWSKI T, CERVINI A, GAYMON AL, et al. CRISPR-engineered T cells in patients with refractory cancer. Science, 2020, 367(6481): eaba7365. DOI:10.1126/science.aba7365 ISHIHARA M, KITANO S, KAGEYAMA S, MIYAHARA Y, YAMAMOTO N, KATO H, MISHIMA H, HATTORI H, FUNAKOSHI T, KOJIMA T, SASADA T, SATO E, OKAMOTO S, TOMURA D, NUKAYA I, CHONO H, MINENO J, KAIRI MF, DIEM HOANG NGUYEN P, SIMONI Y, et al. NY-ESO-1-specific redirected T cells with endogenous TCR knockdown mediate tumor response and cytokine release syndrome. Journal for Immunotherapy of Cancer, 2022, 10(6): e003811. DOI:10.1136/jitc-2021-003811 OKAMOTO S, MINENO J, IKEDA H, FUJIWARA H, YASUKAWA M, SHIKU H, KATO I. Improved expression and reactivity of transduced tumor-specific TCRs in human lymphocytes by specific silencing of endogenous TCR. Cancer Research, 2009, 69(23): 9003-9011. DOI:10.1158/0008-5472.CAN-09-1450 LIDDY N, BOSSI G, ADAMS KJ, LISSINA A, MAHON TM, HASSAN NJ, GAVARRET J, BIANCHI FC, PUMPHREY NJ, LADELL K, GOSTICK E, SEWELL AK, LISSIN NM, HARWOOD NE, MOLLOY PE, LI Y, CAMERON BJ, SAMI M, BASTON EE, TODOROV PT, et al. Monoclonal TCR-redirected tumor cell killing. Nature Medicine, 2012, 18(6): 980-987. DOI:10.1038/nm.2764 DOLGIN E. First soluble TCR therapy opens 'new universe' of cancer targets. Nature Biotechnology, 2022, 40(4): 441-444. DOI:10.1038/s41587-022-01282-6 NATHAN P, HASSEL JC, RUTKOWSKI P, BAURAIN JF, BUTLER MO, SCHLAAK M, SULLIVAN RJ, OCHSENREITHER S, DUMMER R, KIRKWOOD JM, JOSHUA AM, SACCO JJ, SHOUSHTARI AN, ORLOFF M, PIULATS JM, MILHEM M, SALAMA AKS, CURTI B, DEMIDOV L, GASTAUD L, et al. Overall survival benefit with tebentafusp in metastatic uveal melanoma. New England Journal of Medicine, 2021, 385(13): 1196-1206. DOI:10.1056/NEJMoa2103485 DAVAR D, SWEIS RF, BLUMENSCHEIN G JR, GUTIERREZ R, MELERO I, CHEN HA, THISTLETHWAITE F, MOORE KN, SEGAL NH, GARRALDA E, WILKY B, ARKENAU HT, EVANS TRJ, JOHNSON ML, DAR M, HOLLAND C, MARSHALL S, STANHOPE S, KIRK P, LOPEZ JS. 91P phase I dose escalation of IMC-C103C, a CD3×MAGE-A4 T-cell receptor (TCR) bispecific protein. Annals of Oncology, 2021, 32: S1411-S1413. HAMID O, SATO T, DAVAR D, CALLAHAN MK, THISTLETHWAITE F, ALJUMAILY R, JOHNSON ML, ARKENAU HT, ILEANA DUMBRAVA EE, IZAR B, CHEN HA, MARSHALL S, YUAN Y, DEO M, STANHOPE S, COLLINS L, MUNDY R, ABDULLAH SE, LOPEZ JS. 728O results from phase I dose escalation of IMC-F106C, the first PRAME×CD3 ImmTAC bispecific protein in solid tumors. Annals of Oncology, 2022, 33: S875. DOI:10.1016/j.annonc.2022.07.854 POOLE A, KARUPPIAH V, HARTT A, HAIDAR JN, MOUREAU S, DOBRZYCKI T, HAYES C, ROWLEY C, DIAS J, HARPER S, BARNBROOK K, HOCK M, COLES C, YANG W, ALEKSIC M, LIN AB, ROBINSON R, DUKES JD, LIDDY N, van der KAMP M, et al. Therapeutic high affinity T cell receptor targeting a KRAS ^G12D cancer neoantigen. Nature Communications, 2022, 13(1): 5333. DOI:10.1038/s41467-022-32811-1 PRIOR IA, LEWIS PD, MATTOS C. A comprehensive survey of ras mutations in cancer. Cancer Research, 2012, 72(10): 2457-2467. DOI:10.1158/0008-5472.CAN-11-2612 ROBINSON RA, MCMURRAN C, MCCULLY ML, COLE DK. Engineering soluble T-cell receptors for therapy. The FEBS Journal, 2021, 288(21): 6159-6173. DOI:10.1111/febs.15780 LI Y, MOYSEY R, MOLLOY PE, VUIDEPOT AL, MAHON T, BASTON E, DUNN S, LIDDY N, JACOB J, JAKOBSEN BK, BOULTER JM. Directed evolution of human T-cell receptors with picomolar affinities by phage display. Nature Biotechnology, 2005, 23(3): 349-354. DOI:10.1038/nbt1070 MADURA F, RIZKALLAH PJ, MILES KM, HOLLAND CJ, BULEK AM, FULLER A, SCHAUENBURG AJA, MILES JJ, LIDDY N, SAMI M, LI Y, HOSSAIN M, BAKER BM, JAKOBSEN BK, SEWELL AK, COLE DK. T-cell receptor specificity maintained by altered thermodynamics. The Journal of Biological Chemistry, 2013, 288(26): 18766-18775. DOI:10.1074/jbc.M113.464560 SMITH SN, HARRIS DT, KRANZ DM. T cell receptor engineering and analysis using the yeast display platform. Methods in Molecular Biology (Clifton, N J), 2015, 1319, 95-141. KARAHAN ZS, ARAS M, SÜTLÜ T. TCR-NK cells: a novel source for adoptive immunotherapy of cancer. Turkish Journal of Hematology, 2023, 40(1): 1-10. DOI:10.4274/tjh.galenos.2023.2022.0534 MEZA GUZMAN LG, KEATING N, NICHOLSON SE. Natural killer cells: tumor surveillance and signaling. Cancers (Basel), 2020, 12(4): 952. DOI:10.3390/cancers12040952 MYERS JA, MILLER JS. Exploring the NK cell platform for cancer immunotherapy. Nature Reviews Clinical Oncology, 2021, 18(2): 85-100. DOI:10.1038/s41571-020-0426-7 KANG S, GAO XF, ZHANG L, YANG EN, LI YH, YU L. The advances and challenges of NK cell-based cancer immunotherapy. Current Oncology, 2021, 28(2): 1077-1093. DOI:10.3390/curroncol28020105 PARLAR A, SAYITOGLU EC, OZKAZANC D, GEORGOUDAKI AM, PAMUKCU C, ARAS M, JOSEY BJ, CHROBOK M, BRANECKI S, ZAHEDIMARAM P, IKROMZODA L, ALICI E, ERMAN B, DURU AD, SUTLU T. Engineering antigen-specific NK cell lines against the melanoma-associated antigen tyrosinase via TCR gene transfer. European Journal of Immunology, 2019, 49(8): 1278-1290. DOI:10.1002/eji.201948140 LI SC, ZHANG CT, SHEN LY, TENG X, XIAO YF, YU BT, LU ZM. TCR extracellular domain genetically linked to CD28, 2B4/41BB and DAP10/CD3ζ-engineered NK cells mediates antitumor effects. Cancer Immunology, Immunotherapy, 2023, 72(3): 769-774. DOI:10.1007/s00262-022-03275-5 KRAUSA P, BROWNING MJ. HLA-A2 polymorphism and immune functions. International Journal of Immunogenetics, 1996, 23(4): 261-274. DOI:10.1111/j.1744-313X.1996.tb00122.x YANG G, DENG YJ, HU SN, WU DY, LI SB, ZHU J, ZHU BF, LIU Y. HLA-A, -B, and-DRB1 polymorphism defined by sequence-based typing of the Han population in northern China. Tissue Antigens, 2006, 67(2): 146-152. DOI:10.1111/j.1399-0039.2006.00529.x [100]